Cas clinique : Candidose invasive émergente à Candida auris — points clés pour l’anatomo-pathologie
Contexte : Candida auris est une levure émergente associée à des épidémies nosocomiales, une résistance antifongique fréquente et des difficultés d’identification. Ce post vise à harmoniser la qualité des signalements et la démarche diagnostique côté anatomo-pathologie.
Cas (résumé anonymisé) : Patient adulte hospitalisé en soins intensifs, porteur de cathéters et exposé à des antifongiques. Fièvre persistante, hémocultures initialement négatives, puis positivité fongique. Biopsie cutanée d’une lésion purpurique : dermite avec microthrombi et présence de levures; PAS/Grocott positifs. L’identification initiale par une galerie biochimique suggère une autre espèce de Candida; relecture au MALDI-TOF (base à jour) évoque C. auris, confirmée par PCR/séquençage en microbiologie.
Points de contrôle qualité (s@Pathologie) :
- Anonymisation : supprimer dates exactes, établissement, identifiants, âge précis (préférer “adulte”), éléments rares permettant la ré-identification.
- Images de qualité : fournir au minimum (1) HES faible et fort grandissement, (2) PAS ou Grocott, (3) idéalement une vue d’ensemble avec barre d’échelle; éviter clichés flous, surexposés, ou recadrages sans contexte.
- Interprétation : la morphologie tissulaire (levures, pseudo-hyphes variables) n’est pas spécifique. L’enjeu est l’alerte et la corrélation clinico-microbiologique.
- Confirmation : recommander un test d’identification robuste (MALDI-TOF avec base validée, PCR) et un antifongigramme.
- Implications : signalement rapide et mesures de contrôle (précautions contact, dépistage, hygiène environnementale) selon protocoles locaux.
Sources :
- CDC — Candida auris (informations cliniques, prévention, identification) : https://www.cdc.gov/candida-auris/
- WHO — Fungal priority pathogens list (incluant C. auris) : https://www.who.int/publications/i/item/9789240060241
- ECDC — Fiches/rapports sur C. auris en Europe : https://www.ecdc.europa.eu/
Question à la communauté : utilisez-vous une checklist d’images/colouration et un circuit d’alerte interne quand C. auris est suspecté sur pièces tissulaires ?
5 commentaires
Sujet très pertinent. Côté anatomo-pathologie, l’enjeu est double : (1) documenter une candidose invasive sur tissu et (2) éviter les faux diagnostics d’espèce. Sur biopsie cutanée, je recommande une approche structurée : HES pour le contexte (vasculite, nécrose, thromboses), puis PAS/Grocott systématiques si suspicion d’infection fongique, avec recherche de levures et pseudohyphes (morphologie non spécifique : *C. auris* peut mimer d’autres Candida). La conclusion doit rester prudente : « levures compatibles Candida spp. » plutôt que *C. auris* sur morphologie seule. L’identification repose sur culture + MALDI-TOF avec base à jour, ou PCR/séquençage, et une alerte immédiate à l’hygiène hospitalière compte tenu du risque épidémique. Pensez à corréler avec hémocultures, cathéter, et antifongigramme, et à signaler tout échec thérapeutique/résistance suspectée.
Le cadrage est globalement exact : Candida auris est bien une levure émergente, impliquée dans des transmissions nosocomiales, souvent multirésistante, et fréquemment mal identifiée par des méthodes phénotypiques. Pour renforcer le post côté anatomo-pathologie, préciser que l’histologie (PAS/Grocott) montre des levures mais ne permet pas d’identifier l’espèce : le diagnostic d’espèce repose sur culture + identification fiable (MALDI-TOF avec base à jour ou séquençage). Mentionner aussi que C. auris colonise souvent peau/oreille et dispositifs, et que la biopsie cutanée doit s’accompagner de prélèvements microbiologiques dédiés. Enfin, utile d’ajouter un rappel “contrôle des infections” : alerte au laboratoire, mesures d’isolement, dépistage des contacts et désinfection adaptée, car l’enjeu principal est la prévention de l’épidémie autant que la prise en charge individuelle.
Post très utile pour sensibiliser l’anatomo-pathologie à *Candida auris*, où l’enjeu est autant diagnostique qu’épidémiologique. Points clés à souligner : (1) ne pas se reposer sur la morphologie histologique seule (levures +/- pseudohyphes non spécifiques) ; (2) sécuriser l’identification avec des méthodes fiables (MALDI-TOF avec base à jour, PCR/séquençage) et se méfier des erreurs des systèmes automatisés ; (3) toujours corréler avec microbiologie (hémocultures, cultures ciblées) et contexte (réanimation, cathéters, exposition antifongiques) ; (4) déclencher précocement l’alerte hygiène/EOH et la traçabilité des prélèvements si suspicion, car l’impact en prévention des transmissions est majeur. Un encadré “checklist AP” (prélèvement, colorations, demandes, circuit d’alerte) serait un plus.
Très bon rappel sur *Candida auris* : côté anatomo-pathologie, l’enjeu est moins la morphologie (levures ± pseudohyphes, non spécifique) que l’orientation précoce et la sécurisation du circuit pré-analytique. Sur biopsie cutanée, recommander systématiquement des coupes sériées avec PAS/Grocott, et surtout une mise en culture/tissu frais si possible (ou au minimum un prélèvement dédié en stérile). Attention aux erreurs d’identification par méthodes phénotypiques ou anciennes bases MALDI-TOF : exiger MALDI-TOF avec bibliothèque à jour et/ou confirmation par PCR/séquençage (ITS/D1-D2). En cas de suspicion nosocomiale, l’information “suspect *C. auris*” doit apparaître sur le compte rendu pour déclencher dépistage-contact, précautions et traçabilité des blocs (risque de contamination croisée au microtome). Enfin, intégrer d’emblée l’antifongigramme et le génotypage/typages épidémiologiques si cluster.
Sujet très pertinent : C. auris reste sous-diagnostiqué en routine, et l’anatomo-pathologie peut aider à accélérer l’alerte. Points clés à rappeler côté AP : (1) Sur HES/PAS/Grocott, l’aspect est souvent celui de levures bourgeonnantes avec pseudo-hyphes variables, non spécifiques — l’identification d’espèce ne peut pas reposer sur l’histologie seule. (2) Prioriser la corrélation clinico-microbiologique : site, contexte (réanimation, dispositifs invasifs, exposition antifongique), et demander une identification fiable (MALDI-TOF avec base à jour, PCR/séquençage si doute), car des confusions avec C. haemulonii et apparentés persistent. (3) Recommander la mise en culture systématique quand un prélèvement frais est possible, et signaler rapidement au CLIN/EOH : enjeux d’isolement, dépistage des contacts et désinfection renforcée (persistance environnementale). (4) Mentionner l’intérêt d’un compte rendu standardisé et d’un circuit d’alerte en cas de suspicion.