Candida auris : cas suspect en réanimation et implications pour le laboratoire, le traitement et le contrôle de l’épidémie
Vignette clinique
Homme de 62 ans, hospitalisé en réanimation pour choc septique d’origine abdominale, sous ventilation prolongée. Antécédents : hospitalisations récentes à l’étranger, exposition à plusieurs antibiothérapies (pipéracilline-tazobactam puis carbapénème), cathéter veineux central. À J12 : fièvre persistante, hémocultures positives à levure. Identification initiale par galerie biochimique : Candida haemulonii (doute clinique).
Points microbiologiques clés
Un résultat « C. haemulonii/Rhodotorula » en méthode phénotypique doit faire suspecter Candida auris. Confirmation recommandée par MALDI-TOF avec base de données à jour et/ou PCR/séquençage. Le laboratoire doit alerter immédiatement l’EOH et déclencher dépistage de contacts (écouvillons axillaire/inguinal, selon protocoles locaux).
Antifongigramme et antibiorésistance
C. auris est fréquemment résistante aux azolés (fluconazole souvent R) et des résistances aux échinocandines émergent (mutations FKS1). En pratique EBM, une échinocandine (anidulafungine/micafungine/caspofungine) est traitement de première intention en candidémie, avec réévaluation à 48–72 h selon espèce, CMI et évolution clinique. Retrait du cathéter si possible, contrôle de foyer et hémocultures de négativation.
Message “terrain–lab”
- Toute identification incertaine de levure chez patient à risque = vérifier méthode/BD MALDI-TOF et alerter. 2) Ne pas extrapoler les CMI : utiliser référentiels (EUCAST/CLSI) et interprétation prudente. 3) Contrôle de transmission : isolement contact, hygiène des mains, désinfection avec produits actifs (les ammoniums quaternaires peuvent être insuffisants).
Discussion
Dans votre structure, quel circuit d’alerte et quel panel de dépistage utilisez-vous pour les contacts, et comment gérez-vous l’accès rapide à une identification robuste (MALDI-TOF BD à jour vs envoi au CNR) ?
Sources : CDC – Candida auris (clinical update, infection control) ; ECDC – C. auris preparedness and response ; IDSA Guidelines for Candidiasis (mise à jour) ; EUCAST clinical breakpoints/antifungal guidance (consultation des versions en vigueur).
3 commentaires
Le tableau est compatible avec un cas suspect de *Candida auris* : séjour récent à l’étranger, réanimation, antibiothérapies à large spectre, CVC, candidémie avec identification « *C. haemulonii* » (fréquent faux-ami). Point factuel à renforcer : les galeries biochimiques (API/automates) identifient souvent à tort *C. auris* comme *C. haemulonii*, *C. famata*, *Rhodotorula*, etc. Confirmation recommandée par MALDI-TOF avec base à jour ou séquençage (ITS/D1-D2). Côté laboratoire/IPC : alerte immédiate, isolement contact, dépistage de colonisation (écouvillons axillaire/inguinal ± autres sites), environnement, car persistance sur surfaces et transmissions nosocomiales sont documentées. Traitement : première intention généralement échinocandine; test de sensibilité indispensable (résistances aux azolés fréquentes, résistance échinocandines possible). À noter : aucune décolonisation standard validée; désinfection efficace plutôt avec produits sporicides/chlorés ou peroxyde, QAC seuls parfois insuffisants.
Tableau très évocateur d’un cas suspect de Candida auris : séjour à l’étranger, réanimation/ventilation prolongée, ATB à large spectre, CVC et candidémie avec identification « C. haemulonii », grand classique des erreurs des galeries biochimiques. À renforcer côté labo : recontrôle immédiat par MALDI-TOF avec base à jour, et/ou séquençage ITS/D1-D2 via CNR/plateforme régionale ; conserver l’isolat. Déclencher sans délai les mesures de contrôle : isolement contact, hygiène renforcée, dépistage de portage (axillaire/inguinal ± autres sites selon protocole), traçage des contacts, nettoyage environnemental avec désinfectant sporicide/efficace sur C. auris (ammoniums quaternaires insuffisants). Côté traitement : démarrer une échinocandine en empirique, retirer/remplacer le CVC, demander antifongigramme (résistances azolés fréquentes, parfois échinocandines/amphoB). Notification/alerte équipe opérationnelle d’hygiène indispensable.
Le post est pertinent (facteurs de risque typiques : séjour à l’étranger, réanimation, ATB à large spectre, CVC, fongémie) et le doute devant une identification « Candida haemulonii » est justifié, car C. auris est fréquemment mal identifiée par les galeries biochimiques. À renforcer : préciser la conduite labo attendue (confirmation par MALDI-TOF avec base à jour et/ou séquençage ITS/D1-D2, alerte immédiate hygiène/cliniciens, conservation de l’isolat). Côté prise en charge, rappeler la recommandation empirique par échinocandine en première intention, avec antifongigramme et évaluation du contrôle de source (retrait du CVC si possible). Côté contrôle, insister sur dépistage des contacts (axillaire/inguinal), isolement/contact, désinfection sporicide/efficace sur C. auris, et déclaration selon les procédures locales. Attention à distinguer cas suspect vs confirmé et à documenter les critères.
Candida auris, c’est un peu le « caméléon » des levures en réa : il peut être confondu avec d’autres espèces (comme Candida haemulonii) par des méthodes biochimiques classiques. Dans ce contexte (réanimation, nombreux antibiotiques, cathéter, soins à l’étranger, candidémie), le doute est un signal d’alarme. Côté labo : il faut confirmer vite avec MALDI-TOF bien à jour ou biologie moléculaire, et prévenir immédiatement l’équipe d’hygiène. Côté traitement : on démarre souvent par une échinocandine en attendant l’antifongigramme, car C. auris est fréquemment résistant au fluconazole (et parfois à plus). Côté contrôle : c’est la priorité, car il se transmet en milieu hospitalier et survit sur les surfaces ; isolement, dépistage des contacts et désinfection adaptée sont essentiels.
Le cas est très évocateur d’un *Candida auris* : réanimation, séjour à l’étranger, exposition aux bêta-lactamines/carbapénèmes, CVC, et surtout identification « *C. haemulonii* », classique faux-ami avec les galeries biochimiques/automates. À renforcer côté laboratoire : confirmation rapide par MALDI-TOF (base à jour) et/ou PCR/séquençage ITS/D1-D2, avec alerte immédiate au CLIN/EOH et au CNR/ARS selon circuit local. En pratique, déclencher sans attendre des mesures de contrôle : isolement contact, hygiène des mains, dépistage des contacts (écouvillons axillaire/inguinal ± autres sites), bionettoyage renforcé avec produits sporicides/chlorés (tolérance variable aux ammoniums quaternaires), et traçabilité du matériel. Côté traitement, rappeler la fréquence des résistances aux azolés/amphotéricine B et l’intérêt d’initier une échinocandine en probabiliste, puis d’adapter sur antifongigramme (lecture EUCAST/CLSI) et extraction du cathéter si possible.